1、如果是做的相对定量，用CTmean的结果就可以了，计算方法就是R＝2-ΔΔCt，现在很多仪器你只要设置的时候明确标出内参基因和目的基因，这个结果也是会有自带软件给计算出来的。
2、看CT值是分析荧光定量PCR最直观的一个数据，CT值一般在35左右就失去参考价值了，平时我们实验室用BIODAI-PCR荧光定量法测得的扩增曲线的起跳值基本在30左右。
3、实时荧光定量PCR（ realtime fluorescence quantitative PCR，RTFQ PCR） 是1996 年由美国Applied Biosystems 公司推出的一种新定量试验技术，它是通过荧光染料或荧光标记的特异性的探针，对PCR产物进行标记跟踪，实时在线监控反应过程，结合相应的软件可以对产物进行分析，计算待测样品模板的初始浓度。
4、如果有标准曲线，按照标准曲线计算。一般都是相对量，则用delta delta CT方法来计算。举例如下：对照组基因A的CT值为20， 内参（比如βactin）CT值15。实验组基因A CT值18，内参CT值14。首先算加样量：delta CT=15-14=1。2的1次方是2。也就是说实验组的加样量是对照组的2倍。
5、Sybergreen可以和所有核酸结合，没有特异性。所以要保证特异性的话，最好用其他的方法。扩增体系中加入模板DNA的体积，比如同时10微升的体系，对照组加1微升DNA，实验组加2微升DNA，则实验组的加样量是对照组的2倍。
将每一组样本每一个目的基因的△Ct都算好，整理进Excel，用本次实验中待研究样本的△Ct减去对照组样本的△Ct，并同时对所有结果取相反数，该步运算得到的结果就是-△△Ct。最后，对-△△Ct进行2的幂运算，即2^-△△Ct就得出Fold Change。
在做定量PCR的时候，先比较内参的Ct值的差别（相减，delta Ct）。然后再比较目的基因的Ct值差别 （还是相减，delta Ct）。然后再把得到的两个delta Ct进行相减，得到最后的结果△△Ct.计算基因表达倍数的差别时，算为2的△△Ct方。前面是否加减号，取决于你一开始的时候做减法的时候那个放在前面。
得到△Ct1，用b基因的Ct值减去18s的Ct值得到△Ct2，然后用△Ct1-△Ct2=△△Ct，而a，b基因的表达量差别为2（-ΔΔCt）次方。当然这计算方法是基于荧光定量的数学计算模型简化来的，平时使用没什么问题，如果两个目的基因的扩增效率不一样，这个计算方法是不能用的。
△△Ct是荧光定量计算公式的简化形式，用于比较不同样品之间的差别或变化比率。Ct=-1/lg（1+Ex）*lgX+lgN/lg（1+Ex），其中，n为扩增反应的循环次数，X为初始模板量，Ex为扩增效率，N为荧光扩增信号达到阈值强度时扩增产物的量。
应该是至少3次独立实验，而不是重复3次PCR。如果3次试验，每次重复3次（取平均值算一次）。然后先定各个基因在对照组的值为一，再算出其他组该基因的相对量，比如内参CT值一样（都是15），而TNF的CT值对照组是20，而模型组是19，则相对量是2 （对照组为1）。
1、在实时荧光定量PCR （qPCR） 中，Cq 值代表着 PCR 反应的阈值。Cq 值越低，说明模板开始翻倍的时间越早，即样本中的目标基因含量越高。因此，Cq 值可以用来估计目标基因表达量的相对水平。
2、在研究实验室中，qPCR 测定广泛用于定量测量转化细胞系中的基因拷贝数（基因剂量）或突变基因的存在。与逆转录 PCR （RT-PCR） 相结合，qPCR 分析可用于精确定量基因表达的变化，例如，通过测量细胞的变化，响应不同环境条件或药物治疗的表达增加或减少mRNA水平。
3、qPCR数据处理方法为△△Ct法原理 【△△Ct法原理】其特点是只依靠Ct值来计算结果，因此跑完qPCR之后的结果中除了Ct值外，其他数据几乎在后续分析和计算中是用不到的。但前提是目的基因和内参基因的扩增效率应基本一致。
4、不能。根据查询中华医学网，CQ值超过30意味着目标基因的起始浓度较低或者未能成功扩增不能再使用。CQ值是实时荧光定量PCR（实时定量聚合酶链反应）中的一个指标，用于判断扩增曲线的质量和可靠性。CQ值越低，表示目标基因的起始浓度越高。